Preview

Труды по прикладной ботанике, генетике и селекции

Расширенный поиск

Аллельное разнообразие генов короткостебельности ячменя HvGA20ox2, Sln1, HvBRI1 и HvDep1 – интеграция литературных данных и результатов анализа пангенома in silico

https://doi.org/10.30901/2227-8834-2026-1-o12

Аннотация

Настоящий обзор посвящен анализу полиморфизма генов короткостебельности HvGA20ox2, HvBRI1 и HvDep1 культурного ячменя, а также перспективного в этом плане гена Sln1. Обобщены данные о механизме действия и роли в селекции их аллелей, как природных, так и индуцированных. С целью расширения сведений о полиморфизме генов HvGA20ox2, Sln1, HvBRI1 и HvDep1 в обзор интегрированы результаты анализа in silico их последовательностей в пангеноме культурного ячменя, включающего 53 генотипа. В результате выявлен спектр ранее неизвестных гаплотипов и мутаций, потенциально ассоциированных с признаком высоты растений. Для гена HvGA20ox2 идентифицировано 10 гаплотипов промоторной области и 6 типов белка, включая известные аллели sdw1.c, sdw1.d, sdw1.ins и sdw1.ZU9, причем последние два дифференцированы на подтипы. Ген Sln1 характеризовался высокой консервативностью кодирующей области (изменения обнаружены лишь у 3 генотипов) при значительном разнообразии промотора (13 гаплотипов). Для гена HvBRI1 выявлен аллель короткостебельности uzu1.a, однако в целом для него характерен наименьший полиморфизм как промоторной, так и кодирующей области. Для гена HvDep1 показана максимальная вариабельность промотора (81% образцов отличались от дикого типа) при высокой консервативности белка. Таким образом, полученные сведения расширяют возможности направленного использования выявленного генетического разнообразия для дальнейших фундаментальных и прикладных исследований в селекции ячменя.

Об авторах

И. В. Поротников
Федеральный исследовательский центр Всероссийский институт генетических ресурсов растений имени Н.И. Вавилова
Россия

Игорь Вадимович Поротников, научный сотрудник,  ВИР

190000 Россия, Санкт-Петербург, ул. Б. Морская, 42, 44



К. А. Лукина
Федеральный исследовательский центр Всероссийский институт генетических ресурсов растений имени Н.И. Вавилова
Россия

Ксения Андреевна Лукина, научный сотрудник, ВИР

190000 Россия, Санкт-Петербург, ул. Б. Морская, 42, 44



О. Ю. Антонова
Федеральный исследовательский центр Всероссийский институт генетических ресурсов растений имени Н.И. Вавилова
Россия

Ольга Юрьевна Антонова, кандидат биологических наук, ведущий научный сотрудник, ВИР

190000 Россия, Санкт-Петербург, ул. Б. Морская, 42, 44



О. Н. Ковалева
Федеральный исследовательский центр Всероссийский институт генетических ресурсов растений имени Н.И. Вавилова
Россия

Ольга Николаевна Ковалева, кандидат биологических наук, ведущий научный сотрудник, ВИР

190000 Россия, Санкт-Петербург, ул. Б. Морская, 42, 44



Список литературы

1. Bélanger S., Gauthier M., Jean M., Sato K., Belzile F.J. Genomic characterization of the Hordeum vulgare DEP1 (HvDEP1) gene and its diversity in a collection of barley accessions. Euphytica. 2014;198(1):29-41. DOI: 10.1007/s10681-014-1089-1

2. Bouma J. New variety of spring barley ‘Diamant’ in Czechoslovakia. In: H. Stubbe (ed.). Abhandlungen der Deutschen Akademie der Wissenschaften zu Berlin, Klasse für Medizin. No. 2. Induzierte Mutationen und ihre Nutzung: Erwin-Baur-Gedächtnisvorlesungen IV, 1966. Berlin: Akademie-Verlag; 1967. p.177-182.

3. Chakravorty D., Trusov Y., Zhang W., Acharya B.R., Sheahan M.B., McCurdy D.W. et al. An atypical heterotrimeric G-protein γ-subunit is involved in guard cell K⁺-channel regulation and morphological development in Arabidopsis thaliana. The Plant Journal. 2011;67(5):840-851. DOI: 10.1111/j.1365-313X.2011.04638.x

4. Chandler P.M., Harding C.A. ‘Overgrowth’ mutants in barley and wheat: new alleles and phenotypes of the ‘Green Revolution’ DELLA gene. Journal of Experimental Botany. 2013;64(6):1603-1613. DOI: 10.1093/jxb/ert022

5. Chandler P.M., Marion-Poll A., Ellis M., Gubler F. Mutants at the Slender1 locus of barley cv Himalaya. Molecular and physiological characterization. Plant Physiology. 2002;129(1):181-190. DOI: 10.1104/pp.010917

6. Chandler P.M., Robertson M. Gibberellin dose-response curves and the characterization of dwarf mutants of barley. Plant Physiology. 1999;120(2):623-632. DOI: 10.1104/pp.120.2.623

7. Chen G., Li H., Wei Y., Zheng Y.L., Zhou M., Liu C. Pleiotropic effects of the semi-dwarfing gene uzu in barley. Euphytica. 2016;209(3):749-755. DOI: 10.1007/s10681-016-1668-4

8. Chono M., Honda I., Zeniya H., Yoneyama K., Saisho D., Takeda K. et al. A semi-dwarf phenotype of barley uzu results from a nucleotide substitution in the gene encoding a putative brassinosteroid receptor. Plant Physiology. 2003;133(3):1209-1219. DOI: 10.1104/pp.103.026195

9. Dockter C., Gruszka D., Braumann I., Druka A., Druka I., Franckowiak J. Et al. Induced variations in brassinosteroid genes define barley height and sturdiness, and expand the “Green Revolution” genetic toolkit. Plant Physiology. 2014;166(4):1912-1927. DOI: 10.1104/pp.114.250738

10. Dockter C., Hansson M. Improving barley culm robustness for secured crop yield in a changing climate. Journal of Experimental Botany. 2015;66(12):3499-3509. DOI: 10.1093/jxb/eru521

11. EnsemblPlants: [website]. Available from: https://plants.ensembl.org/index.html [accessed Sept. 15, 2025].

12. Fan C., Xing Y., Mao H., Lu T., Han B., Xu C. et al. GS3, a major QTL for grain length and weight and minor QTL for grain width and thickness in rice, encodes a putative transmembrane protein. Theoretical and Applied Genetics. 2006;112(6):1164-1171. DOI: 10.1007/s00122-006-0218-1

13. Fu X., Richards D.E., Ait-Ali T., Hynes L.W., Ougham H., Peng J. et al. Gibberellin-mediated proteasome-dependent degradation of the barley DELLA protein SLN1 repressor. The Plant Cell. 2002;14(12):3191-3200. DOI: 10.1105/tpc.006197

14. Gao S., Chu C. Gibberellin metabolism and signaling: targets for improving agronomic performance of crops. Plant and Cell Physiology. 2020;61(11):1902-1911. DOI: 10.1093/pcp/pcaa104

15. Haahr V., von Wettstein D. Studies of an induced, high yielding dwarf-mutant of spring barley. In: H. Gaul (ed.). Barley Genetics III: Proceedings of the 3rd International Barley Genetics Symposium. Munich: Verlag Karl Thiemig; 1976. p.215-218.

16. Hausinger R.P. Biochemical diversity of 2-oxoglutarate-dependent oxygenases. In: R.P. Hausinger, C.J. Schofield (eds). RSC Metallobiology Series No. 32. Oxoglutarate-Dependent Oxygenases. Cambridge: Royal Society of Chemistry; 2015. p.1-58. DOI: 10.1039/9781782621959-00001

17. Hedden P. The genes of the Green Revolution. Trends in Genetics. 2003;19(1):5-9. DOI: 10.1016/S0168-9525(02)00009-4

18. HGVS Nomenclature: [website]. Available from: https://hgvs-nomenclature.org [accessed Sept. 15, 2025].

19. Huang X., Qian Q., Liu Z., Sun H., He S., Luo D. Et al. Natural variation at the DEP1 locus enhances grain yield in rice. Nature Genetics. 2009;41(4):494-497. DOI: 10.1038/ng.352

20. Ikeda A., Ueguchi-Tanaka M., Sonoda Y., Kitano H., Koshioka M., Futsuhara Y. et al. slender rice, a constitutive gibberellin response mutant, is caused by a null mutation of the SLR1 gene, an ortholog of the height-regulating gene GAI/RGA/RHT/D8. The Plant Cell. 2001;13(5):999-1010. DOI: 10.1105/tpc.13.5.999

21. InterPro. Classification of protein families: [website]. Available from: https://www.ebi.ac.uk/interpro [accessed Sept. 15, 2025].

22. Jayakodi M., Lu Q., Pidon H., Rabanus-Wallace M.T., Bayer M., Lux T. et al. Structural variation in the pangenome of wild and domesticated barley. Nature. 2024;636(8043):654-662. DOI: 10.1038/s41586-024-08187-1

23. Jayakodi M., Padmarasu S., Haberer G., Bonthala V.S., Gundlach H., Monat C. et al. The barley pan-genome reveals the hidden legacy of mutation breeding. Nature. 2020;588(7837):284-289 DOI: 10.1038/s41586-020-2947-8

24. Jia Q., Li C., Shang Y., Zhu J., Hua W., Wang J. et al. Molecular characterization and functional analysis of barley semi-dwarf mutant Riso no. 9265. BMC Genomics. 2015;16:927. DOI: 10.1186/s12864-015-2116-x

25. Jia Q., Zhang J., Westcott S., Zhang X.Q., Bellgard M., Lance R. et al. GA-20 oxidase as a candidate for the semidwarf gene sdw1/denso in barley. Functional and Integrative Genomics. 2009;9(2):255-262. DOI: 10.1007/s10142-009-0120-4

26. Jiang C., Lei M., Guo Y., Gao G., Shi L., Jin Y. et al. A reference-guided TILLING by amplicon-sequencing platform supports forward and reverse genetics in barley. Plant Communications. 2022;3(4):100317. DOI: 10.1016/j.xplc.2022.100317

27. Ковригина Л.Н., Заушинцена А.В. Источники устойчивости ярового ячменя к полеганию. Вестник КрасГАУ. 2010;1(40):57-62.

28. Kuczyńska A., Mikołajczak K., Ćwiek H. Pleiotropic effects of the sdw1 locus in barley populations representing different rounds of recombination. Electronic Journal of Biotechnology. 2014;17(5):217-223. DOI: 10.1016/j.ejbt.2014.07.005

29. Kuczyńska A., Surma M., Adamski T., Mikołajczak K., Krystkowiak K., Ogrodowicz P. Effects of the semi-dwarfing sdw1/denso gene in barley. Journal of Applied Genetics. 2013;54(4):381-390. DOI: 10.1007/s13353-013-0165-x

30. Li A., Yang W., Lou X., Liu D., Sun J., Guo X. et al. Novel natural allelic variations at the Rht-1 loci in wheat. Journal of Integrative Plant Biology. 2013;55(11):1026-1037. DOI: 10.1111/jipb.12103

31. Li S., Liu W., Zhang X., Liu Y., Li N., Li Y. Roles of the Arabidopsis G protein γ subunit AGG3 and its rice homologs GS3 and DEP1 in seed and organ size control. Plant Signaling and Behavior. 2012;7(10):1357-1359. DOI: 10.4161/psb.21620

32. Lou X., Li X., Li A., Pu M., Shoaib M., Liu D. et al. The 160 bp insertion in the promoter of Rht-B1i plays a vital role in increasing wheat height. Frontiers in Plant Science. 2016;7:307. DOI: 10.3389/fpls.2016.00307

33. Lukina K.A., Porotnikov I.V., Antonova O.Yu., Kovaleva O.N. Determination of the allelic composition of the sdw1/denso (HvGA20ox2), uzu1 (HvBRI1) and ari-e (HvDep1) genes in spring barley accessions from the VIR collection. Plants (Basel). 2024;13(3):376. DOI: 10.3390/plants13030376

34. Mao H., Sun S., Yao J., Wang C., Yu S., Xu C. et al. Linking differential domain functions of the GS3 protein to natural variation of grain size in rice. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 2010;107(45):19579-19584. DOI: 10.1073/pnas.1014419107

35. MEGA Software. Molecular Evolutionary Genetics Analysis: [website]. Available from: https://www.megasoftware.net [accessed Sept. 15, 2025].

36. Mickelson H.R., Rasmusson D.C. Genes for short stature in barley. Crop Science. 1994;34(5):1180-1183.

37. Moriconi J.I., Kotula L., Santa-María G.E., Colmer T.D. Root phenotypes of dwarf and “overgrowth” SLN1 barley mutants, and implications for hypoxic stress tolerance. Journal of Plant Physiology. 2019;234-235:60-70. DOI: 10.1016/j.jplph.2019.01.009

38. Okonechnikov K., Golosova O., Fursov M.; the UGENE team. Unipro UGENE: a unified bioinformatics toolkit. Bioinformatics. 2012;28(8):1166-1167. DOI: 10.1093/bioinformatics/bts091

39. Pakniyat H., Handley L.L., Thomas W.T.B., Connolly T., Macaulay M., Caligari P.D.S. et al. Comparison of shoot dry weight, Na+ content and δ13C values of ari-e and other semi-dwarf barley mutants under salt-stress. Euphytica. 1997;94:7-14. DOI: 10.1023/A:1002956802041

40. Pearce S., Saville R., Vaughan S.P., Chandler P.M., Wilhelm E.P., Sparks C.A. et al. Molecular characterization of Rht-1 dwarfing genes in hexaploid wheat. Plant Physiology. 2011;157(4):1820-1831. DOI: 10.1104/pp.111.183657

41. Peng J., Richards D.E., Hartley N.M., Murphy G.P., Devos K.M., Flintham J.E. et al. ‘Green revolution’ genes encode mutant gibberellin response modulators. Nature. 1999;400(6741):256-261. DOI: 10.1038/22307

42. Peres A.L.G.L., Soares J.S., Tavares R.G., Righetto G., Zullo M.A.T., Mandava N.B. et al. Brassinosteroids, the sixth class of phytohormones: a molecular view from the discovery to hormonal interactions in plant development and stress adaptation. International Journal of Molecular Sciences. 2019;20(2):331. DOI: 10.3390/ijms20020331

43. Saisho D., Tanno K.I., Chono M., Honda I., Kitano H., Takeda K. Spontaneous brassinolide-insensitive barley mutants ‘uzu’ adapted to East Asia. Breeding Science. 2004;54(4):409-416. DOI: 10.1270/jsbbs.54.409

44. Sakamoto T., Miura K., Itoh H., Tatsumi T., Ueguchi-Tanaka M., Ishiyama K. et al. An overview of gibberellin metabolism enzyme genes and their related mutants in rice. Plant Physiology. 2004;134(4):1642-1653. DOI: 10.1104/pp.103.033696

45. Shiu S.H., Bleecker A.B. Plant receptor-like kinase gene family: diversity, function, and signaling. Science’s STKE: Signal Transduction Knowledge Environment. 2001;2001(113):re22. DOI: 10.1126/stke.2001.113.re22

46. Sigurbjornsson B., Micke A. Progress in mutation breeding. In: Induced Mutation in Plants. Proceedings Symposium, Pullman, IAEA. Vienna: IAEA; 1969. p.673-698.

47. Singh A.P., Savaldi-Goldstein S. Growth control: brassinosteroid activity gets context. Journal of Experimental Botany. 2015;66(4):1123-1132. DOI: 10.1093/jxb/erv026

48. Sun S., Wang L., Mao H., Shao L., Li X., Xiao J. et al. A G-protein pathway determines grain size in rice. Nature Communications. 2018;9(1):851. DOI: 10.1038/s41467-018-03141-y

49. Teplyakova S., Lebedeva M., Ivanova N., Horeva V., Voytsutskaya N., Kovaleva O. et al. Impact of the 7-bp deletion in HvGA20ox2 gene on agronomic important traits in barley (Hordeum vulgare L.). BMC Plant Biology. 2017;17 Suppl 1:99-108. DOI: 10.1186/s12870-017-1121-4

50. Thomas S.G. Novel Rht-1 dwarfing genes: tools for wheat breeding and dissecting the function of DELLA proteins. Journal of Experimental Botany. 2017;68(3):354-358. DOI: 10.1093/jxb/erw509

51. Thomas S.G., Blázquez M.A., Alabadí D. Della proteins: master regulators of gibberellin‐responsive growth and development. In: P. Hedden, S.G. Thomas (eds). Annual Plant Reviews. Vol. 49. The Gibberellins. Oxford: John Wiley & Sons, Ltd.; 2016. p.189-228. DOI: 10.1002/9781119210436.ch7

52. Urano D., Chen J.G., Botella J.R., Jones A.M. Heterotrimeric G protein signalling in the plant kingdom. Open Biology. 2013;3(3):120186. DOI: 10.1098/rsob.120186

53. Watt C., Zhou G., Angessa T.T., Moody D., Li C. A novel polymorphism in the 5′ UTR of HvDEP1 is associated with grain length and 1000-grain weight in barley (Hordeum vulgare). Crop and Pasture Science. 2020;71(8):752-759. DOI: 10.1071/CP20169

54. Wendt T., Holme I., Dockter C., Preuss A., Thomas W., Druka A. et al. HvDep1 is a positive regulator of culm elongation and grain size in barley and impacts yield in an environment-dependent manner. PLoS One. 2016;11(12):e0168924. DOI: 10.1371/journal. pone.0168924

55. Xie S., Wang F., Li M., Hu Z., Wang H., Zhang Z. et al. Enhancing barley yield potential and germination rate: gene editing of HvGA20ox2 and discovery of novel allele sdw1.ZU9. The Plant Journal: for Cell and Molecular Biology. 2024;119(2):814-827. DOI: 10.1111/tpj.16798

56. Xu Y., Jia Q., Zhou G., Zhang X.Q., Angessa T., Broughton S. et al. Characterization of the sdw1 semi-dwarf gene in barley. BMC Plant Biology. 2017;17(1):11. DOI: 10.1186/s12870-016-0964-4

57. Zada A., Lv M., Li J. Molecular lesions in BRI1 and its orthologs in the plant kingdom. International Journal of Molecular Sciences. 2024;25(15):8111. DOI: 10.3390/ijms25158111


Дополнительные файлы

1. Приложение_Рисунок S1_Appendix_Fig S1
Тема Круговая дендрограмма, построенная на основе анализа последовательности промоторной области гена Sln1.
Тип Исследовательские инструменты
Посмотреть (508KB)    
Метаданные ▾
2. Приложение_Рисунок S2_Appendix_Fig S2
Тема Круговая дендрограмма, построенная на основе анализа последовательности промоторной области гена HvDEP1.
Тип Исследовательские инструменты
Посмотреть (504KB)    
Метаданные ▾
3. Приложение_таблица 1_Appendix_Table S1
Тема Идентификационные номера, приведенные для генов HvGA20ox2, Sln1, HvBRI1 и HvDEP1 у 53 образцов культурного ячменя из пангенома
Тип Исследовательские инструменты
Скачать (13KB)    
Метаданные ▾
4. Приложение_таблица 2_Appendix_Table S2
Тема Характеристика гаплотипов, выделенных у 53 образцов культурного ячменя на основе анализа полиморфизма промоторной области гена HvGA20ox2
Тип Исследовательские инструменты
Скачать (20KB)    
Метаданные ▾
5. Приложение_таблица 3_Appendix_Table S3
Тема Характеристика гаплотипов, выделенных у 53 образцов культурного ячменя на основе анализа полиморфизма промоторной области гена Sln1
Тип Исследовательские инструменты
Скачать (21KB)    
Метаданные ▾
6. Приложение_таблица 4_Appendix_Table S4
Тема Характеристика гаплотипов, выделенных у 53 образцов культурного ячменя на основе анализа полиморфизма промоторной области гена HvBRI1
Тип Исследовательские инструменты
Скачать (13KB)    
Метаданные ▾
7. Приложение_таблица 5_Appendix_Table S5
Тема Характеристика гаплотипов, выделенных у 53 образцов культурного ячменя на основе анализа полиморфизма промоторной области гена HvDEP1
Тип Исследовательские инструменты
Скачать (18KB)    
Метаданные ▾

Рецензия

Для цитирования:


Поротников И.В., Лукина К.А., Антонова О.Ю., Ковалева О.Н. Аллельное разнообразие генов короткостебельности ячменя HvGA20ox2, Sln1, HvBRI1 и HvDep1 – интеграция литературных данных и результатов анализа пангенома in silico. Труды по прикладной ботанике, генетике и селекции. 2026;187(1):262-276. https://doi.org/10.30901/2227-8834-2026-1-o12

For citation:


Porotnikov I.V., Lukina K.A., Antonova O.Yu., Kovaleva O.N. Allelic diversity of the barley semidwarfing genes HvGA20ox2, Sln1, HvBRI1, and HvDep1: integrating published data and results of the in silico pangenome analysis. Proceedings on applied botany, genetics and breeding. 2026;187(1):262-276. (In Russ.) https://doi.org/10.30901/2227-8834-2026-1-o12

Просмотров: 84

JATS XML


Creative Commons License
Контент доступен под лицензией Creative Commons Attribution 4.0 License.


ISSN 2227-8834 (Print)
ISSN 2619-0982 (Online)