К вопросу о получении удвоенных гаплоидов столовой свеклы Beta vulgaris L. var. conditiva Alef. (обзор)

В настоящее время гибридные семена F₁ у столовой свеклы имеют явное преимущество перед сортовыми популяциями благодаря дружным всходам, высокой выровненности корнеплода и эффекту гетерозиса. В целом гетерозисная селекция столовой свеклы в Российской Федерации развита недостаточно. Одной из причин является отсутствие хорошо изученного гомогенного линейного материала. Другая причина – длительный и трудоемкий процесс получения родительских компонентов для скрещивания классическим путем, обусловленный 2-летним циклом развития культуры, выраженной системой самонесовместимости, инбредной депрессией . Производство удвоенных гаплоидов столовой свеклы in vitro позволяет получать гомозиготный материал в короткие сроки. Он может использоваться в селекционных программах в качестве альтернативы традиционным инбредным линиям. Поэтому внедрение технологий получения гаплоидов и дигаплоидов в селекционные программы столовой свеклы имеет большое значение. В статье представлены различные подходы к получению удвоенных гаплоидов свеклы, описаны ключевые достижения в разработке методик, а также основные проблемы и пути их решения. Приемы производства дигаплоидов у столовой свеклы изучены недостаточно и нуждаются в дополнительных исследованиях, нацеленных на увеличение их эффективности и воспроизводимости.

1. Baranski R. In vitro gynogenesis in red beet (Beta vulgaris L.): effects of ovule culture conditions. Acta Societatis Botanicorum Poloniae. 1996;65(1-2):57-60. DOI: 10.5586/asbp.1996.010

2. Barclay I.R. High frequencies of haploid production in wheat (Triticum aestivum) by chromosome elimination. Nature. 1975;256:410-411. DOI: 10.1038/256410a0

3. Blakeslee A.F., Belling J., Farnham M.E., Bergner A.D. A haploid mutant in the Jimson Weed, “Datura stramonium”. Science. 1922;55(1433):646-647. DOI: 10.1126/science.55.1433.646

4. Bohanec B. Doubled haploids via gynogenesis. In: A. Touraev, Forster B.P., S. Mohan Jain (eds.). Advances in Haploid Production in Higher Plants. Dordrecht: Springer; 2009. p.35-46. DOI: 10.1007/978-1-4020-8854-4_2

5. Bosemark N.O. Haploids and homozygous diploids, triploids and tetraploids in sugar beet. Hereditas. 1971;69(2):193-203. DOI: 10.1111/j.1601-5223.1971.tb02433.x

6. Bossoutrot D., Hosemans D. Gynogenesis in Beta vulgaris L.: From in vitro culture of unpollinated ovules to the production of doubled haploid plants in soil. Plant Cell Reports. 1985;4(6):300-303. DOI: 10.1007/bf00269883

7. Буренин В.И. Генетические ресурсы рода Beta L. Санкт-Петербург; 2007.

8. Буренин В.И., Лудилов В.А., Соколова Д.В. Комплексное исследование генофонда столовой свеклы. Картофель и овощи. 2016;(2):39-40.

9. Clausen R.E., Mann M.C. Inheritance in Nicotiana tabacum: V. The occurrence of haploid plants in interspecific progenies. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 1924;10(4):121-124. DOI: 10.1073/pnas.10.4.121

10. Domblides E., Shmykova N., Khimich G., Korotseva I., Kan L., Domblides A. et al. Production of doubled haploid plants of Cucurbitaceae family crops through unpollinated ovule culture in vitro. Acta Horticulturae. 2020;1294:19-28. DOI: 10.17660/ActaHortic.2020.1294.4

11. Домблидес Е.А., Шмыкова Н.А., Шумилина Д.В., Заячковская Т.В., Минейкина А.И., Козарь Е.В., Ахраменко В.А., Шевченко Л.Л., Кан Л.Ю., Бондарева Л.Л., Домблидес А.С. Технология получения удвоенных гаплоидов в культуре микроспор семейства капустные (методические рекомендации). Москва: ВНИИССОК; 2016.

12. Dunwell J.M. Haploids in flowering plants: origins and exploitation. Plant Biotechnology Journal. 2010;8(4):377-424. DOI: 10.1111/j.1467-7652.2009.00498.x

13. Ермолаев А.С., Домблидес Е.А. Оптимизация этапов технологии получения удвоенных гаплоидов кабачка (Сucubra pepo L.) в культуре неопыленных семяпочек in vitro. Овощи России. 2022;(5):5-14. DOI: 10.18619/2072-9146-2022-5-5-14

14. Ferrie A.M.R. Doubled haploid production in higher plants. In: B. Thomas, D.J. Murphy, B.G. Murray (eds). Encyclopedia of Applied Plant Sciences. Vol. 2. 2nd ed. Cambridge, MA: Academic Press; 2017. p.147-151. DOI: 10.1016/b978-0-12-394807-6.00189-1

15. Gaines E.F., Aase H.C. A haploid wheat plant. American Journal of Botany. 1926;13(6):373-385. DOI: 10.1002/j.1537-2197.1926.tb05892.x

16. Górecka K., Kryżanowska D., Kowalska U., Kiszczak W., Podwyszyńska M. Development of embryoids by microspore and anther cultures of red beet (Beta vulgaris L. subsp. vulgaris). Journal of Central European Agriculture. 2017;18(1):185-195. DOI: 10.5513/JCEA01/18.1.1877

17. Григолава Т.Р., Вишнякова А.В., Монахос С.Г. Движение к культуре изолированных микроспор свеклы столовой. Картофель и овощи. 2022;(5):37-40. DOI: 10.25630/PAV.2022.18.81.007

18. Григолава Т.Р., Вишнякова А.В., Синицына А.А., Воронина А.В., Зубко О.Н., Зудова О.В. и др. Методические подходы создания удвоенных гаплоидов сахарной и столовой свеклы (Beta vulgaris L.). Вавиловский журнал генетики и селекции. 2021a;25(3):276-283. DOI: 10.18699/VJ21.031

19. Григолава Т.Р., Вишнякова А.В., Зубко О.Н., Монахос Г.Ф., Монахос С.Г. Влияние гелеобразователя питательной среды на эмбрио- и каллусогенез в культуре изолированных семязачатков свеклы столовой (Beta vulgaris L.). Известия Тимирязевской сельскохозяйственной академии. 2021b;(6):32-41. DOI: 10.26897/0021-342X-2021-6-32-41

20. Guha S., Maheshwari S.C., In vitro production of embryos from anther of Datura. Nature. 1964;204:497. DOI: 10.1038/204497a0

21. Herbach K.M., Stintzing E.C., Carle R. Impact of thermal treatment on color and pigment pattern of red beet (Beta vulgaris L.) preparations. Journal of Food Science. 2004;69(6):491-498. DOI: 10.1111/j.1365-2621.2004.tb10994.x

22. Ho K.M., Jones G.E. Mingo barley. Canadian Journal of Plant Science. 1980;60(1):279-280. DOI: 10.4141/cjps80-041

23. Hosemans D., Bossoutrot D. In vitro culture of unpollinated beet (Beta vulgaris L.) ovules of male sterile and male fertile plants and induction of haploid plants. In: G.P. Chapman, S.H. Mantell, R.W. Daniels (eds). The Experimental Manipulation of Ovule Tissues. New York, NY: Longman Inc.; 1985. p.79-88.

24. Hosеmаns D., Bossoutrot D. Induction of haploid plants from in vitro culture of unpollinated beet ovules (Beta vulgaris L.). Zeitschrift für Pflanzenzüchtung = Journal of Plant Breeding. 1983;91:74-77.

25. Inagaki M., Tahir M. Comparison of haploid production frequencies in wheat varieties crossed with Hordeum bulbosum L. and maize. Breeding Science. 1990;40(2):209-216. DOI: 10.1270/JSBBS1951.40.209

26. Каракотов С.Д., Апасов И.В., Налбандян А.А., Васильченко Е.Н., Федулова Т.П. Современные аспекты селекции гибридов сахарной свеклы (Beta vulgaris L.). Вавиловский журнал генетики и селекции. 2021;25(4):394-400. DOI: 10.18699/VJ21.043

27. Katayama Y. Haploid formation by X-rays in Triticum monococcum. Cytologia. 1934;5(2):235-237.

28. Kiszczak W., Burian M., Kowalska U., Górecka K., Podwyszyńska M. Production of homozygous red beet (Beta vulgaris L. subsp. vulgaris) plants by ovule culture. Methods in Molecular Biology. 2021;2289:301-312. DOI: 10.1007/978-1-0716-1331-3_20

29. Красочкин В.Т. Характеристика семейства маревых или солянковых Chenopodiaceae Less. В кн.: Культурная флора СССР. Т. 19. Корнеплодные растения. Ленинград: Колос; 1971. С.5-266.

30. Laurie D.A., Bennett M.D. Wheat × maize hybridization. Canadian Journal of Genetics and Cytology. 1986;28(2):313-316. DOI: 10.1139/g86-046

31. Levan A. A haploid sugar beet after colchicine treatment. Hereditas. 1945;31(3-4):399-410. DOI: 10.1111/j.1601-5223.1945.tb02760.x

32. Литвинов С.С. Научные основы современного овощеводства. Москва; 2008.

33. Lux H., Herrmann L., Wetzel C. Production of haploid sugar beet, Beta vulgaris L. by culturing unpollinated ovules. Plant Breeding. 1990;104(3):177-183. DOI: 10.1111/j.1439-0523.1990.tb00420.x

34. Maletskii S.I., Maletskaya E.I. Self-fertility and agamospermy in sugar beet (Beta vulgaris L.). Russian Journal of Genetics. 1996;32(12):1431-1437.

35. Niizeki H., Oono K. Induction of haploid rice plant from anther culture. Proceedings of the Japan Academy. 1968;44(6):554-557. DOI: 10.2183/pjab1945.44.554

36. Ninfali P., Antonini E., Frati A., Scarpa E.S. C-glycosyl flavonoids from Beta vulgaris Cicla and betalains from Beta vulgaris rubra: antioxidant, anticancer and antiinflammatory activities – A review. Phytotherapy Research. 2017;31(6):871-884. DOI: 10.1002/ptr.5819

37. Nitsch J.P., Nitsch C. Haploid plants from pollen grains. Science. 1969;163(3862):85-87. DOI: 10.1126/science.163.3862.85

38. Owen F.V., Ruser G.K. Some mendelian characters in Beta vulgaris and linkages observed in the Y-R-B group. Journal of Agricultural Research. 1942;65(3):155-171.

39. Пивоваров В.Ф., Шмыкова Н.А., Супрунова Т.П. Биотехнологические приемы в селекции овощных культур. Овощи России. 2011;3(12):10-17.

40. Rangan T.S. Ovary, ovule, and nucellus culture. In: B.M. Johri (ed.). Experimental Embryology of Vascular Plants. Berlin; Heidelberg: Springer; 1982. p.105-129. DOI: 10.1007/978-3-642-67798-4_6

41. Rogozińska J.H., Gośka M. Attempts to induce haploids in anther cultures of sugar, fodder and wild species of beet. Acta Societatis Botanicorum Poloniae. 1982;51(1):91-105. DOI: 10.5586/asbp.1982.009

42. Sachar R.C., Kapoor M. Influence of kinetin and gibberellic acid on the test tube seeds of Cooperia pedunculata herb. The Science of Nature. 1958;45(22):552-553. DOI: 10.1007/bf00632077

43. Seman I. Possibilities of detection and induction of haploids in Beta vulgaris L. Biologia (Bratislava). 1983;38(11):1113-1122.

44. Шмыкова Н., Шумилина Д., Кушнерёва В., Химич Г. Индукция гиногенеза в культуре неопылен- ных семяпочек тыквы. Овощи России. 2011;(1):28-31. DOI: 10.18619/2072-9146-2011-1-28-31

45. Шмыкова Н.А., Супрунова Т.П., Пивоваров В.Ф. Биотехнологические и молекулярно-генетические методы в селекции овощных культур (к 95-летию ВНИИССОК). Сельскохозяйственная биология. 2015;50(5):561-570. DOI: 10.15389/agrobiology.2015.5.561rus

46. Sokolova D.V. Apomictic lines of sugar beet: development and studying. Proceedings on Applied Botany, Genetics and Breeding. 2020;181(4):93-101. DOI: 10.30901/2227-8834-2020-4-93-101

47. Соколова Д.В. Формирование признаковой группы коллекции столовой свеклы ВИР: экологическая пластичность и стабильность. Труды по прикладной ботанике, генетике и селекции. 2018;179(2):106-17. DOI: 10.30901/2227-8834-2018-2-106-117

48. Soriano M., Li H., Boutilier K. Microspore embryogenesis: establishment of embryo identity and pattern in culture. Plant Reproduction. 2013;26(3):181-196. DOI: 10.1007/s00497-013-0226-7

49. Государственный реестр селекционных достижений, допущенных к использованию: [сайт]). URL: https://reestr.gossortrf.ru [дата обращения 05.10.2023].

50. Svirshchevskaya A.M., Doležel J. Production and performance of gynogenetic sugar beet lines. Journal of Sugar Beet Research. 2000;37(4):117-133.

51. Thompson K.F. Cytoplasmic male-sterility in oil-seed rape. Heredity. 1972;29(2):253-257. DOI: 10.1038/hdy.1972.89

52. Tulecke W. A haploid tissue culture from the female gametophyte of Ginkgo biloba L. Nature. 1964;203(4940):94-95. DOI: 10.1038/203094a0

53. Tuvesson I.K.D., Öhlund R.C.V. Plant regeneration through culture of isolated microspores of Triticum aestivum L. Plant Cell Tissue and Organ Culture. 1993;34:163-167.

54. Van Geyt J., Speckmann G.J., D’Halluin K., Jacobs M. In vitro induction of haploid plants from unpollinated ovules and ovaries of the sugar beet (Beta vulgaris L.). Theoretical and Applied Genetics. 1987;73(6):920-925. DOI: 10.1007/BF00289399

55. Васильченко Е.Н., Колесникова Е.О. Биотехнологические методы получения и оценки гомозиготных форм сахарной свеклы. Аллея Науки. 2018;10(26):292-296.

56. Васильченко Е.Н., Жужжалова Т.П., Ващенко Т.Г., Землянухина О.А., Карпеченко Н.А., Подвигина О.А. Особенности формирования гаплоидных регенерантов сахарной свеклы в культуре in vitro. Вестник Воронежского государственного аграрного университета. 2017;3(54):57-66. DOI: 10.17238/issn2071-2243.2017.3.57

57. Воронина А.В., Монахос С.Г. Способ получения удвоенных гаплоидов моркови в культуре изолированных микроспор in vitro. Российская Федерация; патент № RU 2750959 С1; 2021.

58. Wędzony M., Forster B.P., Żur I., Golemiec E., SzechyńskaHebda M., Dubas E. et al. Progress in doubled haploid technology in higher plants. In: A. Touraev, Forster B.P., S. Mohan Jain (eds.). Advances in Haploid Production in Higher Plants. Dordrecht: Springer; 2009. p.1-33. DOI: 10.1007/978-1-4020-8854-4_1

59. Weich E.W., Levall M.W. Doubled haploid production of sugar beet (Beta vulgaris L.). In: M. Maluszynski, K.J. Kasha, B.P. Forster, I. Szarejko (eds). Doubled Haploid Production in Crop Plants. Dordercht: Springer; 2003. p.255-263. DOI: 10.1007/978-94-017-1293-4_38

60. Yüce S. Haploidie bei der Zuckerrübe [dissertation]. Giessen: Justus-Liebig-Universität; 1973. [in German]

61. Зайковская Н.Э. Биология цветения, цитология и эмбриология сахарной свеклы. В кн.: Биология и селекция сахарной свеклы. Москва: Колос; 1968. С.137-207.

62. Zheng M.Y. Microspore culture in wheat (Triticum aestivum) – Doubled haploid production via induced embryogenesis. Plant Cell, Tissue and Organ Culture. 2003;73(3):213-230. DOI: 10.1023/a:1023076213639

63. Zhuzhzhalova T.P., Kolesnikova E.O., Vasilchenko E.N., Cherkasova N.N. Biotechnological methods as a tool for efficient sugar beet breeding. Vavilov Journal of Genetics and Breeding. 2020;24(1):40-47. DOI: 10.18699/VJ20.593

64. Жужжалова Т.П., Подвигина О.А., Знаменская В.В., Васильченко Е.Н., Карпеченко Н.А., Землянухина О.А. Гаплоидный партеногенез in vitro у сахарной свеклы (Beta vulgaris L.): факторы и диагностические признаки. Сельскохозяйственная биология. 2016;51(5):636-644. DOI: 10.15389/agrobiology.2016.5.636rus