Preview

Труды по прикладной ботанике, генетике и селекции

Расширенный поиск

Системы ЦМС у рапса и их использование в селекции отечественных гибридов

https://doi.org/10.30901/2227-8834-2020-3-171-180

Полный текст:

Аннотация

Создание гетерозисных гибридов является наиболее эффективным подходом к решению проблемы повышения продуктивности рапса (Brassica napus L.) – одной из ведущих масличных культур. При получении гибридных семян рапса широко используется цитоплазматическая мужская стерильность (ЦМС), позволяющая проводить контролируемую гибридизацию материнских и отцовских линий. В статье приведен обзор данных литературы о природе систем ЦМС рапса и их использовании в селекции. У рапса известно более 10 систем ЦМС аллоплазматической и гомоплазматической природы. Доказана связь этого признака с химерными митохондриальными генами, характеризующимися наличием новых транскрибируемых открытых рамок считывания (orf). Идентифицированы гены митохондрий, ассоциированные с ЦМС nap, pol, ogu, Nsa, а также ядерные гены Rf, восстанавливающие фертильность пыльцы. Разработаны системы молекулярных маркеров для идентификации индуцирующих ЦМС и восстанавливающих мужскую фертильность генов. При получении промышленных гибридов рапса в мире преимущественно используются системы ЦМС ogu, pol, MSL и inap. В Госреестре РФ сортов растений на 2019 год представлены гибриды рапса только иностранной селекции. Рассмотрены основные достижения исследований в области гибридной селекции рапса в России. В научных и селекционных учреждениях создан новый исходный материал для гетерозисной селекции рапса в различных регионах страны. Источники стерильности и восстановленияфертильности получены из учреждений Канады и Франции, а также выделены при скрининге рабочих коллекций. Установлено, что при переводе материнских линий гибридов на стерильную цитоплазму признаки структуры урожая не ухудшаются, но при переносе генов восстановления фертильности пыльцы в отцовские линии повышается содержание глюкозинолатов. Для ускорения селекционного процесса использованы дигаплоидные (андроклинные) линии, культура неоплодотворенных семязачатков in vitro. Получены экспериментальные гибриды с использованием ЦМС pol и ogu.

Об авторах

И. Н. Анисимова
Федеральный исследовательский центр Всероссийский институт генетических ресурсов растений имени Н.И. Вавилова
Россия
190000 г. Санкт-Петербург, ул. Б. Морская, 42, 44


А. Г. Дубовская
Федеральный исследовательский центр Всероссийский институт генетических ресурсов растений имени Н.И. Вавилова
Россия
190000 г. Санкт-Петербург, ул. Б. Морская, 42, 44


Список литературы

1. Afjani J.A., Najafabadi M.S., Mirfakhraei R.G. Gene-based marker to differentiate among B, A, and R lines in hybrid production of rapeseed ogura system. Iranian Journal of Biotechnology. 2019;17(3):e1870. DOI: 10.29252/ijb.1870

2. Анащенко А.В., Гаврилова В.А., Дубовская А.Г. Мужская стерильность у рапса. Сборник научных трудов по прикладной ботанике, генетике и селекции. 1989;125:86-91.

3. Arumugam N., Mukhopadhyay A., Gupta V.Y., Sodhi S., Verma J.K., Pental D. et al. Somatic cell hybridization of ‘oxy’ CMS Brassica juncea (AABB) with B. oleracea (CC) for correction of chlorosis and transfer of novel organelle combinations to allotetraploid brassicas. Theoretical and Applied Genetics. 2000;100:1043-1049. DOI: 10.1007/s001220051385

4. Bartkowiak-Broda I., Rousselle P., Renard M. Investigations of two kinds of cytoplasmic male sterility in rapeseed (Brassica napus L.). Genetica Polonica. 1979;20(4):487-497.

5. Бочкарева Э.Б., Горлова Л.А., Сердюк В.В., Стрельников Е.А. Селекция инбредных линий рапса озимого для создания родительских форм гибридов. Труды по прикладной ботанике, генетике и селекции. 2019a;180(4):121-125. DOI: 10.30901/2227-8834-2019- 4-121-125

6. Бочкарева Э.Б., Горлова Л.А., Сердюк В.В., Стрельников Е.А. Селекционная ценность дигаплоидных линий рапса ярового (Brassica napus L.). Масличные культуры. 2019b;4(180):18-22. DOI: 10.25230/2412-608X-2019-4-180-18-22

7. Бочкарева Э.Б., Горлова Л.А., Сердюк В.В., Стрельников Е.А. Результаты и перспективы селекции гибридов рапса озимого во ВНИИМК. Масличные культуры. Научно-технический бюллетень Всероссийского научно-исследовательского института масличных культур. 2018;4(176):48-57. DOI: 10.25230/2412-608Х-2018-4-176-48-57

8. Brandle J.E., McVetty P.B.E. Geographical diversity, parental selection and heterosis in oilseed rape. Canadian Journal of Plant Sciences. 1990;70:935-940.

9. Brown G.G., Formanová N., Jin H., Wargachuk R., Dendy C., Patil P. et al. The radish Rfo restorer gene of Ogura cytoplasmic male sterility encodes a protein with multiple pentatricopeptide repeats. Plant Journal. 2003;35(2):262- 272. DOI: 10.1046/j.1365-313X.2003.01799.x

10. Домблидес Е.А., Домблидес А.С., Заячковская Т.В., Бондарева Л.Л. Определение типа цитоплазмы у растений семейства Капустные (Brassicaceae Burnett) с помощью ДНК маркеров. Вавиловский журнал генетики и селекции. 2015;19(5):529-537. DOI: 10.18699/VJ15.069

11. Fan Z., Stefansson B.R., Sernyk J.L. Maintainers and restorers for three male-sterility inducing cytoplasms in rape (Brassica napus L.). Canadian Journal of Plant Sciences. 1986;66:229-234.

12. Feng J., Primomo V., Li Z., Zhang Y., Jan C.C., Tulsieram L. et al. Physical localization and genetic mapping of the fertility restoration gene Rfo in canola (Brassica napus L.). Genome. 2009;52(4):401-407. DOI: 10.1139/g09-016

13. Frauen M. Aspects of seed production of hybrid varieties of rape. In: W.P. Feistritzer, A. Fenwick Kelly. Hybrid seed production of selected cereal and vegetable crops. FAO Plant Production and Protection Papers. Issue 82. Rome: FAO; 1987. p.281-300.

14. Fu T.D. Production and research of rapeseed in the People’s Republic of China. Eucarpia Cruciferae Newsletter. 1981;6:6-7.

15. Fujii S., Bond C.S., Small I.D. Selection patterns on restorerlike genes reveals a conflict between nuclear and mitochondrial genomes throughout angiosperm evolution. PNAS. 2011;108(4):1723-1728. DOI: 10.1073/pnas.1007667108

16. Gaborieau L., Brown G.G. Comparative genomic analysis of the compound Brassica napus Rf locus. BMC Genomics. 2016;17:834. DOI: 10.1186/s12864-016-3117-0

17. Гончаров С.В., Горлова Л.А. Изменение сортимента рапса в России в результате конкуренции на рынке семян. Масличные культуры. Научно-технический бюллетень Всероссийского научно-исследовательского института масличных культур. 2018;1(173):36- 41. DOI: 10.25230/2412-608Х-2018-1-173-36-41

18. Горлов С.Л., Бочкарева Э.Б. Проявление гетерозисного эффекта у межсортовых гибридов озимого рапса. Масличные культуры. Научно-технический бюллетень Всесоюзного научно-исследовательского института масличных культур. 1995;116:17-22.

19. Горлов С.Л., Горлова Л.А., Бочкарева Э.Б., Сердюк В.В. Результаты испытания сортов и гибридов рапса озимого в условиях центральной зоны Краснодарского края. Масличные культуры. Научно-технический бюллетень Всероссийского научно-исследовательского института масличных культур. 2015;1(161):52-56.

20. Горлова Л.А., Бочкарева Э.Б., Стрельников Е.А., Сердюк В.В. Использование классических и современных методов в селекции рапса (Brassica napus) во ВНИИМК. Труды по прикладной ботанике, генетике и селекции. 2019;180(4):126-131. DOI: 10.30901/2227-8834-2019-4-126-131

21. Горягина Е.Б., Никоноренков В.А., Подвигина О.А., Карпачев В.В. Способ создания восстановителей фертильности ярового рапса (Brassica napus L.). Российская Федерация; патент № 2366705; 2009.

22. Gourret J.P., Delourme R., Renard M. Expression of ogu cytoplasmic male sterility in cybrids of Brassica napus. Theoretical and Applied Genetics. 1992;83:549-556. DOI: 10.1007/BF00226898

23. Grant I., Beversdorf W.D., Peterson R.L. A comparative light and electron microscopic study of microspore and tapetal development in male fertile and cytoplasmic male sterile oilseed rape (Brassica napus). Canadian Journal of Botany. 1986;64(5):1055-1068.

24. Hanson M.R., Bentolila S. Interactions of mitochondrial and nuclear genes that affect male gametophyte development. The Plant Cell. 2004;16:154-169. DOI: 10.1105/tpc.015966

25. Havlíčková L., Čurn V., Jozová E., Kučera V., Vyvadilová M., Klíma M. Sequence analysis of the mtDNA region correlated with Shaan 2A cytoplasmic male sterility in rapeseed (Brassica napus L.). Czech Journal of Genetics and Plant Breeding. 2012;48(3):139-142. DOI: 10.17221/144/2012-CJGPB

26. Heyn F.W. Transfer of restorer genes from Raphanus to cytoplasmic male sterile Brassica napus. Cruciferae Newsletter. 1976;1:15-16.

27. Hinata K., Konno N. Studies on a male sterile strain having the Brassica campestris nucleus and the Diplotaxis muralis cytoplasm. 1. On the breeding procedure and some characteristics of the male sterile strain. Japanese Journal of Breeding. 1979;29(4):305-311.

28. Hu Q, Andersen S, Dixelius C, Hansen L. Production of fertile intergeneric somatic hybrids between Brassica napus and Sinapis arvensis for the enrichment of the rapeseed gene pool. Plant Cell Reports. 2002;21(2):147-152. DOI: 10.1007/s00299-002-0491-7

29. Hu X., Sullivan-Gilbert M., Kubik T., Danielson J., Hnatiuk N., Marchione W. et al. Mapping of the Ogura fertility restorer gene Rfo and development of Rfo allele-specific markers in canola (Brassica napus L.). Molecular Breeding. 2008;22(4):663-674. DOI: 10.1007/s11032-008-9207-1

30. Jean M., Brown G.G., Landry B.S. Genetic mapping of nuclear fertility restorer genes for the ‘Polima’ cytoplasmic male sterility in canola (Brassica napus L.) using DNA markers. Theoretical and Applied Genetics. 1997;95:321-328. DOI: 10.1007/s001220050566

31. Jeong S.W., Yi H., Song H., Lee S.S., Park Y.I., Hur Y. Chlorosis of Ogura-CMS Brassica rapa is due to down-regulation of genes for chloroplast proteins. Journal of Plant Biotechnology. 2017;44:115-124. DOI: 10.5010/JPB.2017.44.2.115

32. Ivanov M.K., Dymshits G.M. Cytoplasmic male sterility and restoration of pollen fertility in higher plants. Russian Journal of Genetics. 2007;43(4):354-368. DOI: 10.1134/S1022795407040023

33. Kang L., Li P., Wang A., Ge X., Li Z. A novel cytoplasmic male sterility in Brassica napus (inap CMS) with carpelloid stamens via protoplast fusion with Chinese woad. Frontiers in Plant Science. 2017;8:529. DOI: 10.3389/fpls.2017.00529

34. Карпачев В.В., Никоноренков В.А. Способ получения гибридных семян рапса (Brassica napus L.). Российская Федерация; патент № 2013042; 1994.

35. Карпачев В.В., Пастухов И.О. Оценка нового материала для гетерозисной селекции ярового рапса, созданного на основе двух систем ЦМС. Вестник Воронежского государственного аграрного университета. 2017;3(54):31- 36. DOI: 10.17238/issn2071-2243.2017.3.31

36. Карпачев В.В., Пастухов И.О., Власова А.Н. Комбинационная способность рапса в системе диаллельных скрещиваний. Материалы Международной научно-практической Интернетконференции «Аграрная наука: Развитие и перспективы», 5 октября. 2015 г. Николаев, Украина; 2015. C. 80-81. URL: http://vniirapsa.ru/Documents/Konferencii/2015/Sbornik2015.pdf (дата обращения: 05.03.2020)

37. Li P., Kang L., Wang A., Cui C., Jiang L., Guo S. et al. Development of a fertility restorer for inap CMS (Isatis indigotica) Brassica napus through genetic introgression of one alien addition. Frontiers in Plant Science. 2019;10:257. DOI: 10.3389/fpls.2019.00257

38. Li Y., Liu Z., Cai Q., Yang G.S., He Q.B., Liu P.W. Identification of a microsatellite marker linked to the fertility-restoring gene for a polima cytoplasmic male-sterile line in Brassica napus L. African Journal of Biotechnology. 2011;10(47):9563-9569. DOI: 10.5897/AJB11.1009

39. Лисняк А.Д., Першин А.Ф., Иванов М.В. Особенности ЦМС у гибридов озимого рапса украинской селекции. Науково-технічний бюллетень Інституту олійних культур НААН. 2011;16:21- 26.

40. Liu Z., Dong F., Wang X., Wang T., Su R., Hong D. et al. A pentatricopeptide repeat protein restores nap cytoplasmic male sterility in Brassica napus. Journal of Experimental Botany. 2017;68(15):4115-4123. DOI: 10.1093/jxb/erx239

41. Liu Z., Liu P., Long F., Hong D., He Q., Yang G. Fine mapping and candidate gene analysis of the nuclear restorer gene Rfp for pol CMS in rapeseed (Brassica napus L.). Theoretical and Applied Genetics. 2012;125(4):773-779. DOI: 10.1007/s00122-012-1870-2

42. Liu Z., Yang Z., Wang X., Li K., An H., Liu J. et al. A mitochondria-targeted PPR protein restores pol cytoplasmic male sterility by reducing orf 224 transcript levels in oilseed rape. Molecular Plant. 2016;9(7):1082-1084. DOI: 10.1016/j.molp.2016.04.004

43. Motegi T., Nou I.S., Zhou J., Kanno A., Kameya T., Hirata Y. Obtaining an Ogura-type CMS line from asymmetrical protoplast fusion between cabbage (fertile) and radish (fertile). Euphytica. 2003;129:319-323. DOI: 10.1023/A:1022284803689

44. Niemelä T., Seppänen M., Badakshi F., Rokka V.M., HeslopHarrison J.S. Size and location of radish chromosome regions carrying the fertility restorer Rfk1 gene in spring turnip rape. Chromosome Research. 2012;20(3):353-361. DOI: 10.1007/s10577-012-9280-5

45. Никоноренков В.А., Карпачев В.В., Жидкова Е.Н. Образцы ярового рапса для селекции на гетерозис. Селекция и семеноводство. 1991;(5):23.

46. Ogura H. Studies on the new male sterility in Japanese radish, with special reference to the utilization of this sterility towards the practical raising of hybrid seeds. Memories of the Faculty of Education Kagoshima University. 1968;6(2):39-78.

47. Prakash S., Chopra V.L. Synthesis of alloplasmic Brassica campestris as a new source of cytoplasmic male sterility. Plant Breeding. 1988;101(3):253-255. DOI: 10.1111/j.1439-0523.1988.tb00295.x

48. Rousselle P., Bregeon M. Premiers résultats d’un programme d’introduction de l’andrastérilité “Ogura” du radis ches le colza. Agronomie. 1982;2(9):859-864. [in French] DOI: 10.1051/agro:19820910

49. Rousselle P., Renard M. Study of a cytoplasmic male sterility in rapeseed (B. napus). Cruciferae Newsletter. 1978;3:40- 41.

50. Sang S.F., Mei D.S., Liu J., Zaman Q.U., Zhang H.Y., Hao M.Y. et al. Organelle genome composition and candidate gene identification for Nsa cytoplasmic male sterility in Brassica napus. BMC Genomics. 2019;20(1):813. DOI: 10.1186/s12864-019-6187-y

51. Shen J., Wang H.,•Fu T.,•Tian B. Cytoplasmic male sterility with self-incompatibility, a novel approach to utilizing heterosis in rapeseed (Brassica napus L.). Euphytica. 2008;162(1):109-115. DOI: 10.1007/s10681-007-9606-0

52. Singh M., Brown G.G. Characterization of expression of a mitochondrial gene region associated with the brassica “Polima” CMS: development influences. Current Genetics. 1993;24(4):316-322. DOI: 10.1007/BF00336783

53. Stiewe G., Pleines S., Coque M., Gielen J. New hybrid system for Brassica napus. European Union; patent number: EP 2220930 A2; 2010. Available from: https://patentimages.storage.googleapis.com/57/3b/0a/a43c20da7c6354/EP2220930A2.pdf [accessed May 06, 2020].

54. Tanaka Y., Tsuda M., Yasumoto K., Yamagishi H., Terachi T. A complete mitochondrial genome sequence of Oguratype male-sterile cytoplasm and its comparative analysis with that of normal cytoplasm in radish (Raphanus sativus L.). BMC Genomics. 2012;13:352. DOI: 10.1186/1471-2164-13-352

55. Thompson K.F. Cytoplasmic male-sterility in oil-seed rape. Heredity. 1972;29(2):253-257. DOI: 10.1038/hdy.1972.89

56. Воскресенская Г.С., Шелкоуденко В.Г. Гетерозис у межсортовых гибридов озимого рапса в реципрокных скрещиваниях. Сельскохозяйственная биология. 1974;9(4):529-533.

57. Wang Y., Ma S., Wang M., Zheng X., Gu M., Hu S. Sequence analysis of the gene correlated with cytoplasmic male sterility (CMS) in rape-seed (Brassica napus) Polima and Shaan 2A. Chinese Science Bulletin. 2002;47:124-128. DOI: 10.1360/02tb9028

58. Wei W., Li Y., Wang L., Liu S., Yan X., Mei D. et al. Development of a novel Sinapis arvensis disomic addition line in Brassica napus containing the restorer gene for Nsa CMS and improved resistance to Sclerotinia sclerotiorum and pod shattering. Theoretical and Applied Genetics. 2010;120(6):1089-1097. DOI: 10.1007/s00122-009-1236-6

59. Yamagishi H., Bhat S.R. Cytoplasmic male sterility in Brassicaceae crops. Breeding Science. 2014;64(1):38-47. DOI: 10.1270/jsbbs.64.38

60. Yamagishi H., Terachi T. Intra-and inter-specific variations in the mitochondrial gene orf138 of Ogura-type male-sterile cytoplasm from Raphanus sativus and Raphanus raphanistrum. Theoretical and Applied Genetics. 2001;103:725-732. DOI: 10.1007/s001220100614

61. Yang G.S., Fu T.D., Yang X.N. Studies on the ecotypical male sterile line of Brassica napus L. Acta Agronomica Sinica. 1995;21(2):29–135.

62. Zeng F.,•Yi B.,•Tu J.,•Fu T. Identification of AFLP and SCAR markers linked to the male fertility restorer gene of pol CMS (Brassica napus L.). Euphytica. 2009;165:363-369. DOI: 10.1007/s10681-008-9799-x

63. Zhao H.X., Li Z.J., Hu S.W., Sun G.L., Chang J.J., Zhang Z.H. Identification of cytoplasm types in rapeseed (Brassica napus L.) accessions by multiplex PCR assay. Theoretical and Applied Genetics. 2010;121(4):643-650. DOI: 10.1007/s00122-010-1336-3

64. Жидкова Е.Н., Карпачев В.В., Никоноренков В.А. Новый источник ЦМС для селекции рапса. Селекция и семеноводство. 1997;(2):52.


Для цитирования:


Анисимова И.Н., Дубовская А.Г. Системы ЦМС у рапса и их использование в селекции отечественных гибридов. Труды по прикладной ботанике, генетике и селекции. 2020;181(3):171-180. https://doi.org/10.30901/2227-8834-2020-3-171-180

For citation:


Anisimova I.N., Dubovskaya A.G. CMS systems in rapeseed and their use in the breeding of domestic hybrids. Proceedings on applied botany, genetics and breeding. 2020;181(3):171-180. (In Russ.) https://doi.org/10.30901/2227-8834-2020-3-171-180

Просмотров: 10


Creative Commons License
Контент доступен под лицензией Creative Commons Attribution 4.0 License.


ISSN 2227-8834 (Print)
ISSN 2619-0982 (Online)