Внутрикаллусная цитотипическая изменчивость регенерантов Oryza sativa L. в андрогенезе in vitro

Актуальность. Андрогенез in vitro зарекомендовал себя как надежный способ получения удвоенных гаплоидов для многих видов растений. В селекции Oryza sativa L. используется культура пыльников in vitro, которые проходят стадию каллусообразования с последующей регенерацией. Соотношение клеток разного типа и зеленых регенерантов на каллусе может не совпадать, так как не все генетические нарушения, которые накапливаются в культуре in vitro на клеточном уровне, могут пройти этап морфогенеза и не всегда могут привести к регенерации. Целью исследования являлось изучение частоты внутрикаллусной цитотипической изменчивости регенерантов O. sativa в культуре пыльников in vitro.
Материалы и методы. Исследовали регенеранты, полученные на каллусах риса O. sativa в андрогенезе in vitro тридцати гибридов F1 и F2. По морфологическим признакам регенеранты разделяли на пять цитотипических групп: гаплоиды, удвоенные гаплоиды, анеуплоиды, тетраплоиды и растения, погибшие на ранних этапах роста и развития.
Результаты. В эксперименте использовано 409 каллусов с множественной регенерацией. На 79 каллусах образовались только гаплоидные растения, на 60 – только удвоенные гаплоиды, на трех – только анеуплоиды, на одном – только погибшие, на двух – только тетраплоиды. Полиморфными оказались 265 (64,8%) каллусов. Полицитотипичность каллусов c двумя типами регенерантов без учета погибших составляет 138 шт. (33,7%), с тремя типами – 62 шт. (15,2%), с четырьмя типами – 7 шт. (1,7%). Различия между каллусами гибридов F1 и F2 высокозначимы по гаплоидам, удвоенным гаплоидам, тетраплоидным и погибшим регенерантам (р < 0,0002). Увеличение числа регенерантов на каллус происходит за счет гаплоидных растений, коэффициент корреляции r = 0,81 (p < 0,05).
Заключение. Внутрикаллусная цитотипическая изменчивость риса O. sativa в андрогенезе in vitro составляет 64,8%, что сопоставимо с долей каллусов с различной плоидностью клеток.

1. Chen C.C., Chen C.M. Changes in chromosome number in microspore callus of rice during successive subcultures. Canadian Journal of Genetics and Cytology. 1980;22(4):607- 614. DOI: 10.1139/g80-066

2. Chen L., Yuan Y., Wu J., Chen Z., Wang L., Shahid M.Q. et al. Carbohydrate metabolism and fertility related genes high expression levels promote heterosis in autotetraploid rice harboring double neutral genes. Rice (New York, NY). 2019;12(1):34. DOI: 10.1186/s12284-019-0294-x

3. Germana M.A. Anther culture for haploids and doubled haploid production. Plant Cell, Tissue and Organ Culture. 2011;104(3):283-300. DOI: 10.1007/s11240-010-9852-z

4. Гончарова Ю.К. Молекулярное маркирование в селекции риса. Краснодар: ВНИИ риса; 2018.

5. Goncharova Y.K., Vereshchagina S.A., Gontcharov S.V. Nutrient media for double haploid production in anther culture of rice hybrids. Plant Cell Biotechnology and Molecular Biology. 2019;20(23-24):1215-1223.

6. Hooghvorst I., Ramos-Fuentes E., López-Cristofannini C., Ortega M., Vidal R., Serrat X. et al. Antimitotic and hormone effects on green doubled haploid plant production through anther culture of Mediterranean japonica rice. Plant Cell, Tissue and Organ Culture. 2018;134(2):205-215. DOI: 10.1007/s11240-018-1413-x

7. Ilyushko M.V., Guchenko S.S., Romashova M.V. Intracallus and intercallus morphological variability of rice doubled haploids obtained in in vitro androgenesis. Russian Agricultural Sciences. 2021;47(1):11-16. DOI: 10.3103/S1068367421010080

8. Ilyushko M.V., Romashova M.V., Guchenko S.S. Intra-callus variability for rice blast resistance genes in Oryza sativa L. indicated by genetic analysis of androgenic doubled haploids. Agricultural Biology. 2023;58(3):554-566. DOI: 10.15389/agrobiology.2023.3.554eng

9. Ilyushko M.V., Skaptsov M.V., Romashova M.V. Nuclear DNA content in rice (Oryza sativa L.) regenerants derived from anther culture in vitro. Agricultural Biology. 2018;53(3):531- 538. DOI: 10.15389/agrobiology.2018.3.531eng

10. Ilyushko M.V., Skaptsov M.V., Romashova M.V. Variability of morphological features and nuclear DNA content in haploid and doubled haploids of androgenic callus lines of rice (Oryza sativa L.). Proceedings on Applied Botany, Ge ne tics and Breeding. 2022;183(4):172-180. DOI: 10.30901/2227-8834-2022-4-172-180

11. Kuznetsova O.I., Ash O.A., Gostimsky S.A. The effect of duration of callus culture on the accumulation of genetic alteration in pea Pisum sativum L. Russian Journal of Genetics. 2006;42(5):555-562. DOI: 10.1134/s1022795406050139

12. Lantos C., Jancsó M., Székely A., Nagy E., Szalóki T., Pauk J. Improvement of anther culture to integrate doubled haploid technology in temperate rice (Oryza sativa L.) breeding. Plants. 2022;11(24):3446. DOI: 10.3390/plants11243446

13. Luan L., Wang X., Long W.B., Liu Y.H., Tu S.B., Xiao X.Y. et al. A comparative cytogenetic study of the rice (Oryza sativa L.) autotetraploid restorers and hybrids. Russian Journal of Genetics. 2009;45(9):1074-1081. DOI: 10.1134/S1022795409090087

14. Murovec J., Bohanec B. Haploids and doubled haploids in plant breeding. In: I.Y. Abdurakhmonov (ed.). Plant Breeding. London: IntechOpen; 2012. p.87-106. DOI: 10.5772/29982

15. Niazian M., Shariatpanahi M. In vitro-based doubled haploid production: recent improvements. Euphytica. 2020;216(5):69. DOI: 10.1007/s10681-020-02609-7

16. Niizeki H., Oono K. Induction of haploid rice plant from anther culture. Proceedings of the Japan Academy. 1968;44(6):554- 557. DOI: 10.2183/pjab1945.44.554

17. Ogawa T., Fukuoka H., Ohkawa Y. Plant regeneration through direct culture of isolated pollen grains in rice. Japanese Journal of Breeding. 1995;45(3);301-307. DOI: 10.1270/JSBBS1951.45.301

18. Sakhina A., Mir S., Najeeb S., Zargar S.M., Nehvi F.A., Rather Z.A. et al. Improved protocol for efficacious in vitro androgenesis and development of doubled haploids in temperate japonica rice. PLoS One. 2020;15(11):e0241292. DOI: 10.1371/journal.pone.0241292

19. Sarao N.K., Gosal S.S. In vitro androgenesis for accelerated breeding in rice. In: S.S. Gosal, S.H. Wani (eds). Biotechnologies of Crop Improvement. Vol. 1. Cham: Springer; 2018. p.407-435. DOI: 10.1007/978-3-319-78283-6_12

20. Sartbaeva I.A., Usenbekov B.N., Rysbekova A.B., Mukhina Zh.M., Kazkeev D.N., Zhambakin K.Zh. et al. Obtaining of doubled haploid lines for selection of glutinous rice. Biotech no lo gy in Russia. 2018;34(2):26-36. DOI: 10.21519/0234-2758-2018-34-2-26-36

21. Seguí-Simarro J.M., Jacquier N.M.A., Widiez T. Overview of in vitro and in vivo doubled haploid technologies. Methods in Molecular Biology. 2021;2287:3-22. DOI: 10.1007/978-1-0716-1315-3_1

22. Singh S.K., Jeughale K.P., Dash B., Bhuyan S.S., Chandravani M., Chidambaranathan P. et al. Discrimination of haploids and doubled haploids/diploids in indica rice: correlation of morphological indicators with molecular markers. Biologia Plantarum. 2023;67(7):294-302. DOI: 10.32615/bp.2023.008

23. Tajedini S., Fakheri B., Niazian M., Mahdinezhad N., Ga nim A.M.A., Pour A.K. et al. Efficient microspore embryogenesis and haploid induction in mutant indica rice (Oryza sativa L.) cultivars. Journal of Plant Growth Regulation. 2022;42(4):2345-2359. DOI: 10.1007/s00344-10709-y

24. Tu S., Luan L., Liu Y., Long W., Kong F., He T. et al. Production and heterosis analysis of rice autotetraploid hybrids. Crop Science. 2007;47(6):2356-2363. DOI: 10.2135/cropsci2007.01.0058

25. Тырнов В.С., Давоян Н.И. Цитогенетика соматических тканей гаплоидов. В кн.: Гаплоидия и селекция / под ред. В.А. Крупнова. Москва: Наука; 1976. С.57-65.

26. Wu Y., Sun Y., Sun S., Li G., Wang J., Wang B. et al. Aneuplo idization under segmental allotetraploidy in rice and its phenotypic manifestation. Theoretical and Applied Gene tics. 2018;131(6):1273-1285. DOI: 10.1007/s00122-018-3077-7