Каллусообразование и органогенез мягкой пшеницы с использованием зрелых зародышей в качестве эксплантов

   Актуальность. Мягкая пшеница (Triticum aestivum L.) как одна из главных хлебных культур вызывает большой интерес у селекционеров и других исследователей и требует постоянного контроля существующих сортов, а также создания новых с помощью классических методов селекции и современных методов генной инженерии, ключевым этапом в которых является успешный каллусогенез и органогенез у целевых объектов. В связи с этим в данном исследовании была проведена оценка регенерационного потенциала двух яровых (‘Саратовская 55’ и ‘Сигма’) и трех озимых (‘Таня’, ‘Фишт’ и ‘Память’) сортов мягкой пшеницы, а также подбор оптимальных условий для индукции каллуса и органогенеза с использованием зрелых зародышей.

   Материалы и методы. В работе были использованы незрелые и зрелые зародыши мягкой пшеницы сортов ‘Таня’, ‘Фишт’, ‘Память’, ‘Сигма’ и ‘Саратовская 55’. Морфогенетический потенциал in vitro оценивали при действии абиотических факторов (предварительная холодовая обработка зерновок) и экзогенных гормонов (2,4-Д в различных концентрациях).

   Результаты и выводы. Проведенный анализ позволил выделить сорта мягкой пшеницы ‘Фишт’ и ‘Сигма’, обладающие высоким морфогенетическим и регенерационным потенциалом. Также было показано, что холодовое воздействие может являться хорошим стимулирующим фактором для получения большого количества каллуса, а в случаях, когда задачей эксперимента является получение регенерантов, лучше отказаться от такой обработки в пользу классических методов индукции каллуса в нормальных условиях.

1. Adero M.O., Syombua E.D., Asanda L.K., Amugune N.O., Mulanda E.S., Macharia G. Somatic embryogenesis and regeneration of Kenyan wheat (Triticum aestivum L.) genotypes from mature embryo explants. African Journal of Biotechnology. 2019;18(27):689-694. URL: https://academicjournals.org/journal/AJB/article-stat/810258C61566

2. Ashraf A., Amhed N., Shahid M., Zahra T., Ali Z., Hussain A. et al. Effect of different media compositions of 2, 4-d, dicamba, and picloram on callus induction in wheat (Triticum aestivum L.). Biological and Clinical Sciences Research Journal. 2022;2022(1):159. DOI: 10.54112/bcsrj.v2022i1.159

3. Aydin M., Tosun M., Haliloglu K. Plant regeneration in wheat mature embryo culture. African Journal of Biotechnology. 2011;10(70):15749-15755. DOI: 10.5897/AJB11.1495

4. Barro F., Martin A., Lazzeri P.A., Barcel Barceló P. Medium optimization for efficient somatic embryogenesis and plant regeneration from immature inflorescences and immature scutella of elite cultivars of wheat, barley and tritordeum. Euphytica. 1999;108:161-167. DOI: 10.1023/A:1003676830857

5. Bartók T., Sági F. A new endosperm-supported callus induction method for wheat (Triticum aestivum L.). Plant Cell, Tissue and Organ Culture. 1990;22:37-41. DOI: 10.1007/BF00043696

6. Benkirane H., Sabounji K., Chlyah A., Chlyah H. Somatic embryogenesis and plant regeneration from fragments of immature inflorescences and coleoptiles of durum wheat. Plant Cell, Tissue and Organ Culture. 2000;61:107-113. DOI: 10.1023/A:1006464208686

7. Chopra A., Goyal S., Singhal P., Gupta M., Singh R., Sharma A. K., Sharma P. An optimized protocol for seed sterilization and shoot regeneration from mature embryo in wheat (Triticum aestivum L.) var. HD2967. Letters in Applied NanoBioSciense. 2022;12(4):129. DOI: 10.33263/LIANBS124.129

8. Delporte F., Mostade O., Jacquemin J.M. Plant regeneration through callus initiation from thin mature embryo fragments of wheat. Plant Cell, Tissue and Organ Culture. 2001;67(1):73-80. DOI: 10.1023/A:1011697316212

9. Filippov M., Miroshnichenko D., Vernikovskaya D., Dolgov S. The effect of auxins, time exposure to auxin and genotypes on somatic embryogenesis from mature embryos of wheat. Plant Cell, Tissue and Organ Culture. 2006;84(2):213-222. DOI: 10.1007/s11240-005-9026-6

10. Hafeez I., Sadia B., Sadaqat N.A., Kainth R.A., Iqbal M.Z., Khan I.A. Establishment of efficient in vitro culture protocol for wheat land races of Pakistan. African Journal of Biotechnology. 2012;11(11):2782-2790. DOI: 10.5897/AJB11.2126

11. Kanbar O.Z., Lantos C., Kiss E., Pauk J. Efficient in vitro anther culture for androgenic plant production in F3-6 winter wheat (Triticum aestivum L.) bulk combinations. Indian Journal of Biotechnology. 2022;20(3):284-293.

12. Kyriienko A.V., Shcherbak N.L., Kuchuk M.V., Parii M.F., Symonenko Y.V. In vitro plant regeneration from mature embryos of amphidiploid spelt Triticum spelta L. In Vitro Cellular and Developmental Biology – Plant. 2021;57(6):856-863. DOI: 10.1007/s11627-021-10158-4

13. Marcinska I., Biesaga-Koscielniak J., Dubert F. Effect of vernalization conditions on growth and differentiation of callus from immature embryos and on generative development of regenerated plants of winter wheat. Acta Physiologiae Plantarum. 1996;18(1):67-74.

14. McHughen A. Rapid regeneration of wheat in vitro. Annals of Botany. 1983;51(6):851-853.

15. Miroshnichenko D.N., Poroshin G.N., Dolgov S.V. Genetic transformation of wheat using mature seed tissues. Applied Biochemistry and Microbiology. 2011;47(8):767-775. DOI: 10.1134/S0003683811080096

16. Miroshnichenko D.N., Sokolov R.N., Alikina O.V., Dolgov S.V. Comparative analysis of tissue culture efficiency of di-, tetra- and hexaploid wheat breeds and species. Russian Journal of Biotechnology. 2014;(1):38-51.

17. Orshinsky B.R., Sadasivaiah R.S. Effect of plant growth conditions, plating density, and genotype on the anther culture response of soft white spring wheat hybrids. Plant Cell Reports. 1997;16(11):758-762. DOI: 10.1007/s002990050315

18. Poddar S., Tanaka J., Running K. L.D., Kariyawasam G.K., Faris J.D., Friesen T. L. et al. Optimization of highly efficient exogenous-DNA-free Cas9-ribonucleoprotein mediated gene editing in disease susceptibility loci in wheat (Triticum aestivum L.). Frontiers in Plant Science. 2022;13:1084700. DOI: 10.3389/fpls.2022.1084700

19. Repellin A., Båga M., Jauhar P.P., Chibbar R.N. Genetic enrichment of cereal crops via alien gene transfer: New challenges. Plant Cell, Tissue and Organ Culture. 2001;64(2):159-183. DOI: 10.1023/A:1010633510352

20. Sparks C.A., Jones H.D. Biolistics transformation of wheat. Methods in Molecular Biology. 2009;478:71-92. DOI: 10.1007/978-1-59745-379-0_4

21. Stober A., Hessu D. Spike pretreatments, anther culture conditions, and anther culture response of 17 German varieties of spring wheat (Triticum aestivum L.). Plant Breeding. 1997;116(5):443-447. DOI: 10.1111/j.1439-0523.1997.tb01028.x

22. Ступко В.Ю., Зобова Н.В., Сурин Н.А. Подбор условий для создания в культуре in vitro стрессоустойчивых форм мягкой яровой пшеницы. Сибирский вестник сельскохозяйственной науки. 2008;6(186):20-26.

23. Wernicke W., Brettell R. Somatic embryogenesis from Sorghum bicolor leaves. Nature. 1980;287(5778):138-139. DOI: 10.1038/287138a0

24. Yin G. X., Wang Y. L., She M. Y., Du L. P., Xu H. J., Ma J. X. et al. Establishment of a highly efficient regeneration system for the mature embryo culture of wheat. Agricultural Sciences in China. 2011;10(1):9-17. DOI: 10.1016/S1671-2927(11)60302-7

25. Zamora A.B., Scott K.J. Callus formation and plant regeneration from wheat leaves. Plant Science Letters. 1983;29(2-3):183-189. DOI: 10.1016/0304-4211(83)90142-6