Solanum nigrum L. – резерватор вироида веретеновидности клубней картофеля

Актуальность. Среди сорных растений семейства пасленовых, потенциальных резерваторов инфекции вироида веретеновидности клубней картофеля (ВВКК), паслен черный (Solanum nigrum L.) повсеместно распространен на территории России.

Материалы и методы. Молекулярную диагностику вироида проводили методом ПЦР с обратной транскрипцией с использованием праймеров P3/P4, специфичных для ВВКК, и 6Pospi F/R, специфичных для семейства вироидов Pospiviroidae. Продукты амплификации клонировали и секвенировали, нуклеотидные последовательности депонировали в базе данных GenBank.

Результаты. Методом ОТ-ПЦР показано, что 80–100% растений, собранных в Нижнем Новгороде и Тульской области, были инфицированы ВВКК. кДНК-ампликоны двух растений из Нижнего Новгорода (Sn1 и Sn2) и одного растения из Тульской области (Sn3) клонировали, по три клона каждого, и секвенировали. Анализ нуклеотидной изменчивости клонов выявил существенные генетические различия между штаммами ВВКК, при этом связь с географическим происхождением штаммов не наблюдается. Мутации U120C и U192C относительно референсного штамма VP35 (LC523658) обнаружены у всех 9 клонов. Изолят Sn1 близок к «картофельному» изоляту VP35 и отличается от него тремя мутациями. Изолят Sn2 представлен тремя идентичными клонами и отличается от VP35 девятью мутациями, а Sn3 имеет 22 мутации в области 49–310 позиции нуклеотидов суммарно для трех клонов.

После искусственного заражения здоровых растений S. nigrum в условиях теплицы подтвержден факт наличия ВВКК в инфицированных растениях и доказано, что вироид передается семенами растениям следующей генерации.

Заключение. Впервые во внешне здоровых сорных растениях S. nigrum выявлен вироид веретеновидности клубней картофеля – ВВКК. Доказано, что вироид сохраняется в семенах S. nigrum и передается потомству. Обнаружена генетическая гетерогенность штаммов ВВКК, обитающих в растениях S. nigrum. Две мутации U120C и U192C были общими для всех тестированных клонов изолятов ВВКК, обнаруженных в S. nigrum.

1. Adkar-Purushothama C.R., Bolduc F., Bru P., Perreault J.P. Insights into potato spindle tuber viroid quasi-species from infection to disease. Frontiers in Microbiology. 2020;11:1235. DOI: 10.3389/fmicb.2020.01235

2. Behjatnia A., Dry I., Krake L., Condé B.D., Connelly M.I., Randles J. et al. New potato spindle tuber viroid and tomato leaf curl geminivirus strains from a wild Solanum sp. Phytopathology. 1996;86:880-886. DOI: 10.1094/Phyto-86-880

3. Кастальева Т.Б., Можаева К.А., Писецкая Н.Ф., Романова С.А., Трофимец Л.Н. Вироид веретеновидности клубней и оздоровление картофеля. Вестник Российской академии сельскохозяйственных наук. 1992;(3):22-24.

4. Keese P., Symons R.H. Domains in viroids: evidence of intermolecular RNA rearrangements and their contribution to viroid evolution. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 1985;82(14):4582-4586. DOI: 10.1073/pnas.82.14.4582

5. Kumar S., Stecher G., Li M., Knyaz C., Tamura K. MEGA X: molecular evolutionary genetics analysis across computing platforms. Molecular Biology and Evolution. 2018;35(6):1547-1549. DOI: 10.1093/molbev/msy096

6. Ma Y., Marais A., Lefebvre M., Faure C., Candresse T. Metagenomic analysis of virome cross-talk between cultivated Solanum lycopersicum and wild Solanum nigrum. Virology. 2020;540:38-44. DOI: 10.1016/j.virol.2019.11.009

7. Mackie A.E.; Barbetti M.J.; Rodoni B., McKirdy S., Jones R.A.C. Effects of a potato spindle tuber viroid tomato strain on the symptoms, biomass, and yields of classical indicator and currently grown potato and tomato cultivars. Plant Disease. 2019;103(12):3009-3017. DOI: 10.1094/PDIS-02-19-0312-RE

8. Mackie A.E., Rodoni B.C., Barbetti M.J., McKirdy S.J., Jones R.A.C. Potato spindle tuber viroid: alternative host reservoirs and strain found in a remote subtropical irrigation area. European Journal of Plant Pathology. 2016;145:433-446. DOI: 10.1007/s10658-016-0857-2

9. Matsushita Y. Chrysanthemum stunt viroid. Japan Agricultural Research Quarterly. 2013;47(3):237-247. DOI: 10.6090/jarq.47.237

10. Matsushita Y., Penmetcha K.K.R. In vitro transcribed Chrysanthemum stunt viroid (CSVd) RNA is infectious to chrysanthemum and other plants. Phytopathology. 2009;99(1):58-66. DOI: 10.1094/PHYTO-99-1-0058

11. Matsushita Y., Yanagisawa H., Khiutti A., Mironenko N., Ohto Y., Afanasenko O. Genetic diversity and pathogenicity of potato spindle tuber viroid and chrysanthemum stunt viroid isolates in Russia. European Journal of Plant Pathology. 2021;161(3):529-542. DOI: 10.1007/s10658-021-02339-z

12. Matsushita Y., Yanagisawa H., Sano T. Vertical and horizontal transmission of pospiviroids. Viruses. 2018;10(12):706. DOI: 10.3390/v10120706

13. Notredame C.; Higgins D.G.; Heringa J. (2000). T-Coffee: A novel method for fast and accurate multiple sequence alignment. Journal of Molecular Biology. 2020;302(1):205-217. DOI: 10.1006/jmbi.2000.4042.

14. Owens R.A., Girsova N.V., Kromina K.A., Lee I.M., Mozhaeva K.A., Kastalyeva T. Russian isolates of potato spindle tuber viroid exhibit low sequence diversity. Plant Disease. 2009;93(7):752-759. DOI: 10.1094/PDIS-93-7-0752

15. Owens R.A., Steger G., Hu Y., Fels A., Hammond R.W., Riesner D. RNA structural features responsible for potato spindle tuber viroid pathogenicity. Virology. 1996;222(1):144-158. DOI: 10.1006/viro.1996.0405

16. Owens R.A., Verhoeven J.Th.J. Potato spindle tuber viroid. In: A. Hadidi, R. Flores, J. Randles, P. Palukaitis (eds). Viroids and Satellites. London; Academic Press; 2017. p.149-158. DOI: 10.1016/B978-0-12-801498-1.00014-0

17. Romanova S.A., Volkov Y., Kakareka N., Pleshakova T.I., Koslovskaya Z.N. Potato disease caused by combined infection with potato spindle tuber viroid and potato virus Y necrotic strain. Russian Agricultural Sciences. 2007;33(3):162-165. DOI: 10.3103/S1068367407030081

18. Qi Y., Ding B. Inhibition of cell growth and shoot development by a specific nucleotide sequence in a noncoding viroid RNA. The Plant Cell. 2003;15(6):1360-1374. DOI: 10.1105/tpc.011585

19. Sano T., Candresse T., Hammond R.W., Diener T.O., Owens R.A. Identification of multiple structural domains regulating viroid pathogenicity. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 1992;89(21):10104-10108. DOI: 10.1073/pnas.89.21.10104

20. Schmitz A., Riesner D. Correlation between bending of the VM region and the pathogenicity of different potato spindle tuber viroid strains. RNA. 1998;4(10):1295-1303. DOI: 10.1017/s1355838298980815

21. Singh R.P. Experimental host range of the potato spindle tuber ‘virus’. American Potato Journal. 1973;50(4):111-123. DOI: 10.1007/BF02857207

22. Singh R.P., Boucher A., Somerville T.H. Detection of potato spindle tuber viroid in the pollen and various parts of potato plant pollinated with viroid-infected pollen. Plant Disease. 1992;76:951-953. DOI: 10.1094/PD-76-0951

23. Syller J., Marczewski W., Pawłowicz J. Transmission by aphids of potato spindle tuber viroid encapsidated by potato leafroll luteovirus particles. European Journal of Plant Pathology. 1997;103:285-289. DOI: 10.1023/A:1008648822190

24. Verhoeven J.T.J., Roenhorst J.W. High stability of original predominant pospiviroid genotypes upon mechanical inoculation from ornamentals to potato and tomato. Archives of Virology. 2010;155(2):269-274. DOI: 10.1007/s00705-009-0572-9

25. Yanagisawa H., Shiki Y., Matsushita Y., Ooishi M., Takaue N., Tsuda S. Development of a comprehensive detection and identification molecular based system for eight pospiviroids. European Journal of Plant Pathology. 2017;149(1):11-23. DOI: 10.1007/s10658-017-1157-1