Изучение влияния чужеродных транслокаций на показатели андрогенеза in vitro у линий мягкой пшеницы (Triticum aestivum L.)

Актуальность. Перенос в геном пшеницы генетического материала от диких и культурных злаков, стабилизация полученного материала и создание сорта на его основе является длительным процессом. Применение технологий удвоенных гаплоидов значительно его ускоряет. Для эффективного использования дигаплоидных технологий необходима информация о влиянии чужеродных транслокаций на результативность этого процесса.

Цель настоящей работы – изучить реакцию генотипов мягкой пшеницы, содержащих разные комбинации чужеродных транслокаций, на андрогенез in vitro.
Материалы и методы. В работе использовался метод получения дигаплоидов из культуры пыльников пшеницы ‘Новосибирская 16’; линии Велют 991 – донора транслокаций T1RS.1BL от ржи и T5BS.5BL-5SL от Aegilops speltoides Tausch; четырех линий поколения F₃ от их скрещивания 10-7, 14-8, 15-8, 15-12, различающихся содержанием транслокаций. Эффективность андрогенеза оценивалась по числу эмбриоидов, альбиносных и зеленых растений на 100 пыльников.
Результаты. Наиболее высокие показатели отмечены для линий Велют 991, 10-7 и 14-8, характеризующихся присутствием в геноме T1RS.1BL. Так, частота регенерации зеленых растений для них составила 8,6, 3,6 и 10,1% соответственно. Значения показателей андрогенеза у линии 15-12 с T5BS.5BL-5SL были значительно ниже и практически не отличались от соответствующих значений для линии 15-8 без чужеродного материала.
Заключение. Установлено положительное влияние T1RS.1BL, в том числе в сочетании с T5BS.5BL-5SL, на индукцию эмбриогенеза и регенерацию зеленых растений. Показано, что наличие только одной транслокации T5BS.5BL-5SL не влияло на эффективность андрогенеза.

1. Адонина И.Г., Тимонова Е.М., Салина Е.А. Интрогрессивная гибридизация мягкой пшеницы: результаты и перспективы. Генетика. 2021;57(4):384-402. DOI: 10.31857/S0016675821030024

2. Agache S., Bachelier B., de Buyser J., Henry Y., Snape J. Genetic analysis of anther culture response in wheat using aneuploid, chromosome substitution and translocation lines. Theoretical and Applied Genetics. 1989;77(1):7-11. DOI: 10.1007/bf00292308

3. Andersen S.B., Due I.K., Olesen A. The response of anther culture in a genetically wide material of winter wheat (Triticum aestivum L.). Plant Breeding. 1987;99(3):181-186. DOI: 10.1111/j.1439-0523.1987.tb01170.x

4. Castillo A.M., Cistué L., Valles M.P., Soriano Castán M. Chromosome doubling in monocots. In: A. Touraev, B.P. Forster, S.M. Jain (eds). Advances in Haploid Production in Higher Plants. Dordrecht: Springer; 2005. p.329-340. DOI: 10.1007/978-1-4020-8854-4_27

5. Chu C.C. The N6 medium and its application to anther culture of cereal crops. In: Proceedings of Symposium on Plant Tissue Culture, 25–30 May 1978. Peking: Science Press; 1978. p.43-50.

6. Dwivedi S.L., Britt A.B., Tripathi L., Sharma S., Upadhyaya H.D., Ortiz R. Haploids: constraints and opportunities in plant breeding. Biotechnology Advances. 2015;33(6 Pt 1):812-829. DOI: 10.1016/j.biotechadv.2015.07.001

7. Gamborg O.L., Miller R.A., Ojima K. Nutrient requirements of suspension cultures of soybean root cells. Experimental Cell Research. 1968;50(1):151-158. DOI: 10.1016/0014-4827(68)90403-5

8. González J.M., Muñiz L.M., Jouve N. Mapping of QTLs for androgenetic response based on a molecular genetic map of ×Triticosecale Wittmack. Genome. 2005;48(6):999-1009. DOI: 10.1139/g05-064

9. Grewal S., Guwela V., Newell C., Yang C.Y., Ashling S., Scholefield D. et al. Generation of doubled haploid wheat-Triticum urartu introgression lines and their characterisation using chromosome-specific KASP markers. Frontiers in Plant Science. 2021;12:643636. DOI: 10.3389/fpls.2021.643636

10. Jacquier N.M.A. Gilles L.M., Pyott D.E., Martinant J.P., Rogowsky P.M., Widiez T. Puzzling out plant reproduction by haploid induction for innovations in plant breeding. Plants. 2020;6(6):610-619. DOI: 10.1038/s41477-020-0664-9

11. Kalinowska K., Chamas S., Unkel K., Demidov D., Lermontova I., Dresselhaus T. et al. State-of-the-art and novel developments of in vivo haploid technologies. Theoretical and Applied Genetics. 2018;132(3):593-605. DOI: 10.1007/s00122-018-3261-9

12. King J., Newell C., Grewal S., Hubbart-Edwards S., Yang C.Y., Scholefield D. et al. Development of stable homozygous wheat/Amblyopyrum muticum (Aegilops mutica) introgression lines and their cytogenetic and molecular characterization. Frontiers in Plant Science. 2019;10:34. DOI: 10.3389/fpls.2019.00034

13. Kishii M. An update of recent use of Aegilops species in wheat breeding. Frontiers in Plant Science. 2019;10:585. DOI: 10.3389/fpls.2019.00585

14. Kishii M., Singh S. Haploid production technology: fasten wheat breeding to meet future food security. In: S. Gosal, S. Wani (eds). Accelerated Plant Breeding. Vol. 1. Cham: Springer; 2020. p.139-165. DOI: 10.1007/978-3-030-41866-3_6

15. Lantos C., Pauk J. Factors influencing the efficiency of wheat anther culture. Acta Biologica Cracoviensia. Series Botanica. 2020;62(2):7-16. DOI: 10.24425/abcsb.2020.131671

16. Lantos C., Weyen J., Orsini J.M., Gnad H., Schlieter B., Lein V. et al. Efficient application of in vitro anther culture for different European winter wheat (Triticum aestivum L.) breeding programmes. Plant Breeding. 2013;132(2):149-154. DOI: 10.1111/pbr.12032

17. Lazaridou T., Pankou C., Xynias I., Roupakias D. Effect of D genome on wheat anther culture response after cold and mannitol pretreatment. Acta Biologica Cracoviensia. Series Botanica. 2016;58(1):95-102. DOI: 10.1515/abcsb2016-0006

18. Murashige T., Skoog F. A revised medium for rapid growth and bio assays with tobacco tissue cultures. Physiologia Plantarum. 1962;15(3):473-497. DOI: 10.1111/j.1399-3054.1962.tb08052.x

19. Nemeth C., Yang C.Y., Kasprzak P., Hubbart S., Scholefield D., Mehra S. et al. Generation of amphidiploids from hybrids of wheat and related species from the genera Aegilops, Secale, Thinopyrum, and Triticum as a source of genetic variation for wheat improvement. Genome. 2015;58(2):71-79. DOI: 10.1139/gen-2015-0002

20. Nielsen N.H., Andersen S.U., Stougaard J., Jensen A., Backes G., Jahoor A. Chromosomal regions associated with the in vitro culture response of wheat (Triticum aestivum L.) microspores. Plant Breeding. 2015;134(3):255-263. DOI: 10.1111/pbr.12257

21. Pauk J., Mihaly R., Puolimatka M. Protocol for wheat (Triticum aestivum L.) anther culture. In: M. Maluszynski, K.J. Kasha, B.P. Forster, I. Szarejko (eds). Doubled Haploid Production in Crop Plants. Dordrecht: Springer; 2003. p.59-64. DOI: 10.1007/978-94-017-1293-4_10

22. Pershina L., Trubacheeva N., Badaeva E., Belan I., Rosseeva L. Study of androgenic plant families of alloplasmic introgression lines (H. vulgare) – T. aestivum and the use of sister DH lines in breeding. Plants. 2020;9(6):764-816. DOI: 10.3390/plants9060764

23. Pershina L.A., Osadchaya T.S., Badaeva E.D., Belan I.A., Rosseeva L.P. Androgenesis in anther cultures of cultivars and a promising form of spring common wheat of West Siberia differing in the presence or absence of wheat-alien translocations. Russian Journal of Genetics: Applied Research. 2013;3(4):246-253. DOI: 10.1134/s2079059713040096

24. Rubtsova M., Gnad H., Melzer M., Weyen J., Gils M. The auxins centrophenoxine and 2,4-D differ in their effects on nondirectly induced chromosome doubling in anther culture of wheat (T. aestivum L.). Plant Biotechnology Reports. 2013;7(3):247-255. DOI: 10.1007/s11816-012-0256-x

25. Sibikeeva Y.E., Sibikeev S.N., Krupnov V.A. The effect of Lr19-translocation on in vitro androgenesis and inheritance of leaf-rust resistance in DH3 lines and F2 hybrids of common wheat. Russian Journal of Genetics. 2004;40(9):1003-1006. DOI: 10.1023/b:ruge.0000041379.30508.39

26. Singh A.K., Zhang P., Dong C., Li J., Trethowan R., Sharp P. Molecular cytogenetic characterization of stem rust and stripe rust resistance in wheat–Thinopyrum bessarabicum–derived doubled haploid lines. Molecular Breeding. 2019;39(9):125. DOI: 10.1007/s11032-019-1034-z

27. Torp A.M., Hansen A.L., Andersen S.B. Chromosomal regions associated with green plant regeneration in wheat (Triticum aestivum L.) anther culture. Euphytica. 2001;119(3):377-387. DOI: 10.1023/A:1017554129904

28. Weigt D, Kiel A., Nawracala J., Tomkowiak A., Kurasiak-Popowska D., Siatkowski I. et al. Obtaining doubled haploid lines of the Lr19 gene using anther cultures of winter wheat genotypes. BioTechnologia. 2016;97(4):285-293. DOI: 10.5114/bta.2016.64545